Relatório do Trabalho de Campo: Bentos e Química Orgânica em Ubatuba-SP

1 Introdução

Segundo Gonsalves et al. (1980), a área da enseada de Ubatuba é dominada por correntes de sul, o regime de marés predominante é semi-diurno e a coluna d’água é pobre em nutrientes.

Em relação aos perfis de temperatura e a salinidade, a enseada da Flamengo é caracterizada por apresentar uma coluna d’água fortemente estratificada no verão e levemente estratificada no inverno. Os valores de velocidade da corrente são inferiores a 10cm/s no inverno e menores que 15cm/s no verão. Neste período, há um fluxo constante para sul em superfície (MAHIQUES, 1992).

Segundo Magliocca e Kutner (1965), a corrente de água vinda de sul, entra pelo lado ocidental da enseada do Flamengo, margeia a costa ocidental e bifurca-se, sendo que uma parcela direciona-se para a costa oriental e outra para o Saco da Ribeira. Dessa forma, são encontrados sedimentos mais grossos na parte ocidental e sedimentos mais finos na costa oriental da enseada.

A mesma autora classifica a enseada como um local de energia hidrodinâmica moderada, sendo que esta diminui gradualmente da desembocadura em direção ao continente. De acordo com Castro-Filho, Miranda e Miyao (1987), as áreas internas à plataforma da região de Ubatuba sofrem a influência da ACAS (Água Central do Atlântico Sul) no verão, havendo o surgimento de uma termoclina. No inverno, ocorre ressuspensão dos sedimentos de fundo devido ao desaparecimento da termoclina (IOUSP, 1988).

Segundo Azevedo (2002), na primavera, a entrada da ACAS também disponibiliza nutrientes e contribui, assim, para os aumentos do número de diatomáceas e da produção primária fitoplanctônica. Além disso, a entrada da massa d’água nesta estação do ano é responsável pelos altos valores de clorofila-a integrada na zona eufótica. No outono a concentração de clorofila-a e a produção primária estão relacionadas a processos turbulentos. Nesta estação ocorre entrada de frentes frias, que homogenizam a coluna d’água e remobilizam os nutrientes do fundo para a zona eufótica (AZEVEDO, 2002).

De acordo com Mahiques (1992), embora a enseada do Flamengo possua um predomínio de siltes grossos e médios, ela é caracterizada por apresentar uma grande variabilidade dos tamanhos dos sedimentos, que variam de siltes muito finos a areias finas. O Saco da Ribeira apresenta os sedimentos mais finos da enseada, sendo o local preferencial de deposição de argila da enseada do Flamengo.

A granulometria dos sedimentos foi classificada, segundo Silva (1996), como silte, de grosso a fino e a seleção como de moderado a pobre. Segundo a mesma autora, no inverno ocorreu diferença entre estações: uma com silte médio muito pobremente selecionado e outra com areia muito fina pobremente selecionada.

De acordo com Silva (1996) a maior densidade de meiofauna na enseda do Flamengo ocorre nos primeiros 5cm de sedimento, sendo que o número de indivíduos tende a diminuir da superfície até os 10cm de profundidade. A mesma autora afirma também que a biomassa microfitobentônica se mantém constante entre o verão e o inverno.

A alta densidade total da meiofauna pode estar relacionada à disponibilidade de alimentos, principalmente no verão, quando a biomassa fitoplanctônica é elevada e pode contribuir com fezes de zooplâncton e morte de organismos para a alimentação do bentos. O grande aporte de fragmentos vegetais trazidos pelas chuvas no verão pode sustentar uma biomassa microbiana que serve de alimento para a meiofauna até mesmo no inverno (SILVA, 1996).

Figura 1.1: Mapa da Enseada do Flamengo mostrando a localização das estações e do arrasto.

2 Materiais e métodos

2.1 Coleta

2.1.1 Macrofauna, meiofauna e microfitobentos

Para realizar o censo de meio e macrofauna, amostramos sedimentos utilizando um mini box-corer (20cm × 20cm). A amostragem da meiofauna foi feita utilizando-se um tubo de 10cm, separando-se de 2 em 2cm. Cada subamostra foi armazenada em pequenos tubos de vidro com formol 4%. Deve-se ressaltar que foi adicionado às amostras o sobrenadante proveniente da filtragem da água sifonada. Já a macrofauna, amostramos 10cm de toda a área do mini box-corer (volume de 4000cm³), as amostras foram armazenadas em baldes, para posterior peneiramento. De maneira possuir réplicas, para poder realizar um tratamento estatístico, realizamos três amostragens subsequentes na estação.

O microfitobentos foi amostrado também no mini box-corer utilizando-se um pequeno tubo de PVC de 1cm de raio e 2cm de altura. As amostras foram armazenadas em tubos escuros (“tubos de filme fotográfico”), de maneira a evitar a fotossíntese.

2.1.2 Megafauna

Para realizar o censo de megafauna, realizamos um arrasto de fundo. O arrasto foi realizado às 16h50min do dia 25 de março de 2009, percorrendo 330 metros em 6,3 minutos com velocidade média de 3,1km/h. O percurso do arrasto encontra-se ilustrado na Figura 1.1.

Tabela 2.1: Dados do arrasto.

2.1.3 Hidrocarbonetos Dissolvidos na água do mar e ácidos graxos

Para a amostragem de hidrocarbonetos dissolvidos na água do mar e ácidos graxos, utilizamos frascos de vidros âmbar de 4 litros, acoplado a um suporte de aço-inox, a aproximadamente 1m da superfície, conforme procedimento descrito pelo IOC (Intergovernmental Oceanographic Comission, 1984).

Diversos cuidados foram tomados de maneira a evitar a contaminação por aromáticos pelo ar (e.g. fumaça de cigarro). A amostragem foi a primeira a ser realizada, logo após a embarcação chegar no local, de maneira a evitar contaminação pelo óleo proveniente do próprio barco.

2.1.4 Material em suspensão

Para a amostragem de material em suspensão, utilizamos garrafas de Van Dorn de 4 litros. As coletas foram feitas na superfície e no fundo (5m).

2.1.5 Temperatura e Salinidade

A temperatura da superfície e do fundo foram medidas utilizando-se termômetros de reversão acoplados a garrafas de Nansen com as quais coletamos água para a análise de salinidade.

2.1.6 Carbono Orgânico nos sedimentos

Para coletarmos sedimentos para a análise de carbono orgânico nos sedimentos, coletamos amostras do box corer utilizado para a meio e macro faunas. Armazenamos o sedimento em pequenas bandejas de alumínio.

2.2 Metodologia analítica

Foram feitas análises químicas e biológicas em amostras de água e sedimento. Nas amostras de água analisaramse hidrocarbonetos aromáticos e lipídios no Laboratório de Química Orgânica do IO-USP (LQOM). Nas amostras de sedimento foram analisados Carbono Orgânico Total (LQOM), bem como clorofila-a e feopigmentos no Laboratório Didático de Biologia do IO-USP.

Além das análises realizadas no LQOM e no Laboratório de Ecofisiologia, o Instituto de Química da USP analisou, através de um Analisador CHN, concentração de material particulado na água, bem como carbono e nitrogênio orgânicos no sedimento.

As amostras de sedimento, de malha 1 e 0,5 mm também sofreram alguns outros procedimentos. Fixadas em Ubatuba, foram triadas em laboratório com uma lupa, retirando-se os organismos, contando, identificando e fixandoos em álcool 70%. Também foi feita a granulometria, com as amostras de sedimentos recolhidas em Ubatuba.

A metodologia analítica, anteriormente citada, aplicada no LQOM e no Laboratório de Ecofisiologia se encontra descrita nos itens abaixo.

2.2.1 Determinação de carbono orgânico em sedimentos

Este método é uma modificação do método de Walkley e Black (proposta por Gaudette, Muller e Stoffers (1974)) para determinação de carbono orgânico em solos. O método baseia-se na oxidação do material orgânico dissolvido e particulado com dicromato de potássio a um volume exatamente conhecido, em meio de ácido sulfúrico concentrado.

A água da amostra de sedimento deve ser removida por centrifugação, compressão ou filtração e então seca de 40 a 50ºC durante uma noite, pulverizada e moída num almofariz com pistilo.

Assim, pesar de 0,2 a 0,5g do material seco e transferir para um erlenmeyer de 500ml, onde se pipetam 10 ml de solução de dicromato de potássio e mistura-se bem com o sedimento, girando o erlenmeyer lentamente. Adicionar agora 20ml de ácido sulfúrico concentrado de modo lento e gradual, mantendo a rotação do frasco, a fim de que se mantenha a amostra homogeneizada.

Após isto, a amostra deve repousar por 30 minutos, e então ser diluída a aproximadamente 200ml com água destilada. Adicionam-se então 10ml de ácido fosfórico 85%, fluoreto de sódio e aproximadamente 7 gotas de indicador de difenilamina.

A amostra deve então ser titulada com solução de 0,50N de sulfato ferroso amoniacal. A cor da solução passará de verde escuro a verde durante a adição de Fe (II). A medida que o ponto de viragem se aproxima, a coloração passa a cinza azulada. A partir deste ponto, a adição de Fe (II) deve ser feita gradual (gota a gota) e a mudança de azul para verde brilhante indica o ponto final.

Por fim, para determinação da concentração do carbono orgânico total [%C_org], usamos:

Onde V é o volume de dicromato usado (ml); N é a normalidade do dicromato; T é o volume de sulfato ferroso gasto na amostra (ml); T_Br é volume de sulfato ferroso gasto no branco (ml); m é o peso da amostra de sedimento (g); k = 12/400 = 0,03 = mili equivalente em peso de carbono.

Para determinação de clorofila-a e feopigmentos foi realizado o método de espectrofotometria. Em Ubatuba, as amostras de sedimento foram congeladas (15 amostras no total) e guardadas no refrigerador.

Agora em São Paulo, pesar amostras em balança analítica de precisão. Na mesma balança pesar 0,05g de MgCO₃ (uma para cada frasco) em fôrmas de doce de brigadeiro e, adicionar às amostras junto com 10 ml de acetona 100%. Guardar essas amostras em refrigerador por 24 horas, a uma temperatura entre 4 e 7°C.

Após esse período, retirar do refrigerador e manter as amostras ao abrigo de luz. Centrifugar durante 10 minutos a 2500rpm e transferir o sobrenadante para cubetas com trajeto ótico de 1cm. Finalmente, realizar as leituras de clorofila-a e feopigmentos no espectrofotômetro em comprimento de ondas de 750, 665, e 430nm. Para a leitura de feopigmento adicionar duas gotas de HCl a 1N antes de realizar as leituras.

Terminada esta etapa, secar em estufa a 60°C, por 48 horas, as amostras com sedimento. Enfim, com uma balança de precisão, obter o peso seco de cada amostra (descontar o peso do frasco).

Com isso, o cálculo da concentração de clorofila-a e feopigmentos foi realizado de duas maneiras diferentes segundo Plante-Cuny (1978) e segundo Lorenzen (1967) com as modificações de Sundbäck (1983).

Segundo Plante-Cuny (1978)

Para mg/m²:

Onde 26,7 é a constante de absorção da clorofila; 1,7 é a razão 665o/665a na ausência de feopigmentos; L665o é a leitura óptica antes da acidificação; L665a é a leitura óptica após a acidificação; L750o é a absorbância antes da acidificação; 750a é a absorbância após a acidificação; MV é a massa volumétrica do sedimento úmido (peso úmido da amostra (g) dividido pelo volume da amostra (cm³)); 10 o fator de conversão; P_umido é o peso da amostra úmida no frasco menos peso do frasco (g); P_seco é o peso da amostra seca no frasco menos peso do frasco; v_água é o volume de água da amostra e p_otico é o percurso ótico da cubeta (1cm).

Ao juntar-se as duas equações, têm-se:

Segundo Lorenzen (1967) com as modificações de Sundbäck (1983)

Onde A é o coeficiente de absorção da clorofila a (11,9 no sedimento); K é o fator de correção para perda na absorbância de clorofila-a (2,43).

2.2.3 Determinação da concentração de Hidrocarbonetos Aromáticos na água

Para determinação da concentração de HC aromáticos na água foi realizada espectroscopia de fluorescência através do Detector de Fluorescência Perkin Elmer LC-95 UV/Visível, funcional no LQOM. A amostra de água (4 litros) coletada em campo foi armazenada na geladeira em frasco com tampa esmerilhada, após sofrer duas vezes extração com 30 ml de n-hexano. Já no LQOM, adicionar ao extrato sulfato de sódio e com o rotavapor, concentrar a amostra a 10 ml. Enfim, realizar a espectroscopia de fluorescência.

2.2.4 Determinação da concentração de Lipídios dissolvido e Ácidos Graxos na água

O método para determinação da concentração de lipídios dissolvidos baseia-se na esterificação com metanol e ácido sulfúrico e a realização da cromatografia gasosa, com Detector de Ionização em Chama Agilent 6890 series.

Ainda em Ubatuba, extrair duas vezes a amostra de água, com 30ml de clorofórmio (CHCl₃), separar a parte inferior e guardar o extrato em frasco com tampa esmerilhada. Em seguida, acidular a fase aquosa no funil de 3l com 5ml de HCl a 50% em volume e extrair, novamente, mais duas vezes com 30ml de clorofórmio. Separar a fase e juntar ao extrato anterior no frasco com tampa esmerilhada. Armazenar o frasco na geladeira.

Após este armazenamento, agora no LQOM, adicionar Na₂SO₄ (dessecador) ao extrato, até que os grãos formados fiquem pequenos. Passar para um balão volumétrico de 250ml. Adicionar 100μl do padrão interno (ácido tricosanóico – 5ng/μl) para avaliar as perdas durante o preparo da amostra. Colocar o balão imerso em banho no rotavapor, a 50°C (temperatura adequada para a evaporação apenas do solvente). Terminar a secagem com N₂ (g). Em seguida, submeter a amostra a reação de metilação, por 2 horas, com 200μl de diazometano (diferente da metodologia clássica).

Para realização da cromatografia gasosa com detector de ionização em chama, fazer, previamente a curva analítica com concentrações dos ácidos graxos de: 1, 2, 5, 6, 10, 12, 20, 24 e 40ng/μl, cujo tempo de retenção de cada ácido é conhecido. Assim, comparar o resultado da análise da amostra com a curva, a fim de se obter uma correlação de no mínimo 99,7% para que se comprove a presença do ácido na amostra.

3 Resultados

Os parâmetros gerais da estação 2 encontram-se na Tabela 3.1; a granulometria, na Figura 3.1 e as concentrações de clorofila e feopigmentos podem ser encontradas na Tabela 3.2. O censo da fauna bentônica está divido em megafauna (Tabela 3.3) e macrofauna (Figuras 3.2; 3.3; 3.4 e 3.6). Os resultados das análises químicas estão na Tabela 3.4.

Tabela 3.1: Parâmetros gerais da Estação 2.

Figura 3.1: Granulometria na estação 2

Tabela 3.2: Clorofila e feopigmentos na estação 2.

Tabela 3.3: Megafauna bentônica na estação 2.

Figura 3.2: Macrofauna na estação 2

Figura 3.3: Macrofauna média na estação 2. As barras de erro tem comprimento de um desvio padrão.

Figura 3.4: Densidade da macrofauna na estação 2

Figura 3.5: Alguns organismos encontrados na estação 2. (a): Calinectes ornatus; (b): Polychaeta; (c): siri (em quadriculado de 0,5cm)

Figura 3.6: Densidade média da macrofauna na estação 2. As barras de erro tem comprimento de um desvio padrão.

Tabela 3.4: Resultados obtidos no trabalho de campo.

Figura 3.7: Algumas estapas das metodologias analíticas. (a) frasco com amostra que será seca no rotavapor (b). (c) titulação durante análise da %C-org.

4 Discussão

4.1 Granulometria

Através dos dados de granulometria Figura 3.1 obtidos pode-se notar que a classe silte predominou na amostra, representando quase 20%, confirmando resultados obtidos por Silva (1996). Segundo a autora, a enseada é predominantemente constituída por silte, principalmente no verão.

Os dados de granulometria também podem ser verificados pelos resultados obtidos por Mahiques (1992). De acordo com o autor, ocorre predominância de sedimentos das classes silte e areia muito fina em regiões próximas à estação de coleta na enseada do Flamengo.

4.2 Pigmentos fotossintéticos

Os teores de clorofila-a e feopigmentos-a Tabela 3.2 calculados no presente trabalho condizem com os valores encontrados por Silva (1996) na enseada do Flamengo durante o verão. Segundo a autora, os valores médios de clorofila-a variam entre 21 e 170mg/m² e os de feopigmentos-a entre 74 e 137mg/m².

Os valores encontrados de feopigmentos-a em torno de 100mg/m² conferem com valores calculados por Silva (1996) em estações intermediárias entre a boca da enseada e o continente. Já as concentrações de clorofila-a obtidas (cerca de 25mg/m²) condizem com dados de estações localizadas mais próximas à desembocadura da enseada, realizadas pela mesma autora.

Os valores de clorofila-a nos sedimentos obtidos neste trabalho são menores que os encontrados por Quintana (2004) no período de verão. A autora obteve 5,78μg/g no verão, enquanto que obtivemos um valor médio de 1,67μg/g no início do outono. A autora também obteve uma concentração de CaCO₃ menor (20,16%) que a obtida nesse trabalho (41,67%). O valor de Quintana para feopigmentos (9,51μg/g) está próximo ao valor máximo obtido neste trabalho (9,63μg/g).

Em regiões mais rasas (profundidade em torno de 4m), são esperados valores mais altos de clorofila-a (170mg/m²) em relação aos de feopigmentos-a, devido à luminosidade incidente sobre a superfície dos sedimentos (SILVA, 1996). Contudo, observa-se o inverso, devido aos baixos teores de clorofila-a encontrados.

As concentrações de ambos os pigmentos fotossintéticos calculadas pelo método de Lorenzen (1967), revelam a mesma situação: teores de feopigmentos-a maiores que os de clorofila-a. Vale ressaltar que os valores destes pigmentos possuem uma correlação negativa, entretanto, devido à profundidade da estação de coleta ser pequena, era esperado maiores concentrações de clorofila-a e menores de feopigmentos-a.

De acordo com Silva (1996), em sedimentos mal selecionados ocorrem teores mais baixos de clorofila-a e mais elevados de feopigmentos-a. Considerando que os valores encontrados pela autora no verão em estações mais internas da enseada foi em torno de 170mgCl-a/m² e 70mgfeo/m², pode-se dizer que as concentrações de clorofila-a encontrados são relativamente baixas e as de feopigmentos são relativamente altas.

Em relação à granulometria dos sedimentos, onde há predomínio de grãos maiores ocorre maiores concentrações de clorofila-a. Contrariamente, os feopigmentos apresentam maiores teores em sedimentos finos (SILVA, 1996). A estação de coleta pode ser caracterizada por apresentar sedimentos finos, o que pode explicar a baixa concentração de clorofila-a e os altos teores de feopigmentos-a.

4.3 Macrofauna

Os dados obtidos das coletas de macrofauna Figura 3.2 revelam a dominância do grupo Polychaeta em todas as réplicas. Esta dominância também foi verificada por Quintana (2004) em estudo realizado na enseada no período do verão.

4.4 Carbono orgânico

O valor de carbono orgânico nos sedimentos foi de 1,24% (análise no Instituto de Química da USP) e 1,34% (análise no IOUSP). São valores normalmente encontrados na zona costeira. Devemos ressaltar que, apesar de o sedimento ter sido caracterizado como pouco selecionado (havia muito calcário), aproximadamente 38% era consistia em lama, favorecendo a acumulação de matéria orgânica. Devemos também ressaltar que o local da estação 2 (Figura 1.1) está na parte mais interna da Enseada do Flamengo, próxima ao Saco da Ribeira, recebendo influência deste devido ao padrão de circulação horário do Saco da Ribeira (MAGLIOCCA; KUTNER, 1965).

Esses valores são próximos aos encontrados por Mahiques (1992) que, analisando testemunhos da Enseada do Flamengo, obteve valores de 1% a 2% de carbono orgânico para os sedimento na base do testemunho.

Ao compararmos os valores com os obtidos por Barcellos (2005) para o Estuário de Cananéia, notamos, em primeira ordem, que esse valores são relativamente baixos, pois naquela região os valores encontrados variaram de 0,11% (associados à sedimentos arenosos) e 4,55% (associados à sedimentos lamosos). Temos a mesma tendência de conclusão quando comparamos nossos valores aos obtidos por Siqueira et al. (2003) para os estuários de Santos e São Vicente, 3% e 2,8% respectivamente. Devemos ressaltar que nessas áreas, assim como provavelmente no Saco da Ribeira, há influência antrópica nessas concentrações de carbono orgânico. Resultados obtidos também por Siqueira et al. para a Baía de Santos, um local com condições ambientais mais próximas ao da estação 2 do que os estuário supra citados, nos levam a concluir que os valores obtidos para a estação 2 são relativamente altos, pois o autor obteve 0,68%. Com base no padrão de circulação e devido a proximidade do Saco da Ribeira, uma possível explicação para lamosa. esse valor relativamente alto encontrado é o fato do local desse ponto receber influência do Sacos da Ribeira e do Perequê Mirim. Não devemos esquecer também do fato de 38% do sedimento ser composto por grãos da fração lamosa

4.5 Ácidos graxos

Os resultados das análises de lipídeos são apresentados na Tabela 3.4 e estão dividos nos diversos ácidos graxos (ésteres de lipídios; trata-se dos principais componentes dos lipídeos provenientes da degradação da matéria orgânica). Na superfície estão presentes 6 dos 8 ácidos graxos que o equipamento detecta e no fundo houve ocorrência dos 8. Os valores no fundo estão maiores que na superfície. Os valores são menores comparados com valores de regiões temperadas, o que pode ser explicado (MONTONE et al., 1994) pela baixa ocorrência de blooms nos mares tropicais do Atlântico Sul.

O ácido graxo presente em maior concentração é o hexadecanóico, tanto na superfície quanto no fundo. Montone et al. (1994) estudou a variação sazonal dos ácidos graxos na água do mar no Boqueirão, região próxima à estação 2, encontrou valores próximos aos obtidos no presente trabalho, sendo o ácido hexadecanóico também o que apresentou maior concentração, assim como o tretadecanóico (segunda maior concentração) e o octadecanóico (terceira maior concentração).

4.6 Material em Suspensão

Os resultados do material foi de 7,8mg/l e 7,2mg/l para a superfície e para o fundo respectivamente, em termos de porcentagem de carbono (C), hidrogênio (H) e nitrogênio (N) conforme consta na Tabela 3.4, onde o carbono apresenta maior porcentagem, seguido de nitrogênio e hidrogênio. Os valores obtidos são maiores em superfície do que no fundo (5m), a despeito do N que apresentou o mesmo valor em superfície e fundo. A maior diferença encontrada foi de carbono que na superfície é 2,45% e no fundo 1,72%. O padrão esperado foi observado (maior valor à superfície em relação ao fundo) e está de acordo com os valores disponíveis na literatura (AZEVEDO, 2002). A maior concentração em superfície é provavelmente devido à presença de produtores primários.

4.7 Hidrocarbonetos aromáticos na água

A concentração de hidrocarboneto aromático na água foi de 4,90μg/l na superfície. A comparação deste resultado com alguns outros levantamentos, como o feito por Azevedo, Gerchon e Reis (2004) no Rio Paraíba do Sul (abaixo de 0,025μg/l), nota-se que é um valor bem elevado. Os mesmos autores também fizeram um levantamento de dados de hidrocarbonetos aromáticos de alguns pontos do mundo. No Mar Báltico, no estuário de Seine, na França e na Baía de Western Xiamen, na China, os valores não ultrapassam 1μg/l. Assim, este alto valor encontrado na estação de coleta pode estar relacionado à proximidade da estação com as marinas da Enseada do Flamengo. Devido ao padrão de circulação horário no Saco da Ribeira (MAGLIOCCA; KUTNER, 1965), a água que chega na estação de coleta, já passou pelas marinas, onde sofreu influência dos barcos que ali circulam (combustível, óleo, etc.), tendo seus valores de hidrocarbonetos aumentados.

Bícego, Weber e Ito (1999) também estudaram os hidrocarbonetos aromáticos de águas superficiais, porém na Baía do Almirantado (Antártica), durante os anos de 1989, 1990, 1992 e 1993, onde encontrou valores que se apresentam, em sua maioria, abaixo de 1μg/l. Estes valores confirmam que o resultado encontrado na estação de coleta é elevado, tornando a hipótese de que a marina é possívelmente responsável, correta. Bícego, Weber e Ito também encontraram alguns valores maiores, chegando ao máximo de 8,86μg/l. Estes, possivelmente são respostas do pequeno movimento de barcos de pesquisa na baía e/ou a presença da base de pesquisa brasileira (energia gerada através de queima de óleo). Nota-se, enfim, que mesmo um pequeno movimento de barco, ou um pequeno gerador à óleo, podem elevar, pontualmente, os valores de concentração de hidrocarbonetos.

4.8 Comparação entre os diferentes métodos de análise do carbono orgânico

4.8.1 Introdução

No trabalho de Byers, Mills e Stewart (1977), foi realizada a determinação do carbono orgânico ou matéria orgânica total (MOT) de um sedimento padrão sem carbonato, pela:

• Análise CHN de sedimento não tratado;
• Análise CHN de sedimento filtrado e acidificado;
• Análise CHN de sedimento centrifugado e acidificado;
• Oxidação úmida pelo método de Walkley e Black;
• Perda por combustão a 475–500°C.

A maioria dos ecologistas marinhos utiliza a combinação da análise CHN com a técnica da queima dos sedimentos pela pré-combustão (abaixo de 500°C) da matéria orgânica, cujo valor é encontrado na diferença de peso (antes e depois do processo).

A quantidade de carbono orgânico nos sedimentos marinhos, que variam de 0,1% a 30% é frequentemente usada como índice de quanto alimento está disponível para animais bentônicos ou como uma indicação da quantidade e tipo de alimento que precipita da coluna d’água até os sedimentos.

O método para determinação de carbono pela técnica de oxidação úmida, usando dicromato de potássio e ácido sulfúrico como oxidante é frequentemente usada. Esse método foi inicialmente descrito para uso em solos agrícolas por Walkley e Black (1934), e foi adaptado para uso em ciência marinha por Morgans (1956), El-Wakeel e Riley (1956), Royse (1970), Buchanan e Kain (1971) e Gross (1971). Seus resultados foram de 75–90%, embora Gaude tte, Muller e Stoffers (1974) quem comparou quantias de carbono determinadas em sedimentos aquáticos por esse método e pelo analisador de carbono (LECO carbon analyzer) concluiu que o rendimento é de 100%.

Dean (1974) e Roberts, Palacas e Frost (1973) mostraram que HCl removeu componentes do sedimento, além de remover o carbonato, portanto, que o efeito da acidificação pode ser importante. Os erros potenciais devido à acidificação dependerão do tipo de ácido usado no pré-tratamento. Se o excesso de ácido é retirado das amostras, pode haver:

• perda de componentes inorgânicos solúveis em ácido, os quais aumentariam estimativas de carbono orgânico;
• perda de compostos orgânicos solúveis em ácidos ou facilmente hidrolisados (POCKLINGTON; HAGELL, 1975) que conduziriam a uma subestimativa de carbono orgânico.

Métodos que não utilizam a retirada do ácido remanescente na amostra podem causar erros devido:

• hidratação, após secagem da amostra, levando a uma superestimativa do peso da amostra;
• falta de acurácia no peso devido à perda de ácido volátil (Ex: HCl).

4.8.2 Resultados

Segundo Byers, Mills e Stewart (1977) o analisador CHN apresentou melhores resultados sobre o sedimento livre de carbonato, usando no teste um composto orgânico simples, N-Acetil-Glucosamina. O resultado foi próximo de 100% do carbono orgânico presente na amostra sem pré-tratamento com ácido.

Acidificação e filtração, frequentemente usadas para remover o carbonato também remove a maioria da matéria orgânica.

O método Walkley e Black de oxidação úmida permitiu avaliar 76,6% da matéria orgânica adicionada com um relativo pequeno desvio padrão. Talvez esse método varie com o tipo de sedimento (MORGANS, 1956).

Morgans, quem analisou os resultados deste método, descreveu a necessidade de fatores de correção para que seja significativo ecologicamente.

Pela técnica mais simples para determinação da MOT, perda de peso pela queima em mufla à 500°C, obteve-se 99,4% da glucosamina adicionada, e também um desvio padrão relativamente baixo.

4.8.3 Discussão

Gaudette, Muller e Stoffers (1974) encontrou uma boa correlação entre a quantidade de carbono orgânico determinado pelo método Walkley e Black e a medida no analisador de carbono em laboratório. O carbonato foi removido com ácido acético das amostras antes destas serem estudadas no analisador a gás e todo carbono orgânico lábil foi perdido nesse procedimento.

Valores confiáveis de matéria orgânica total, em outros tipos de métodos, podem ser obtidos se compostos orgânicos termolábeis de peso molecular baixo predominarem nos sedimentos. Interferência pela dissociação de carbonatos é um problema potencial.

Métodos que envolvam acidificação e lavagem para remover carbonatos são altamente suspeitos. Roberts, Palacas e Frost (1973) concluiu que a acidificação removeu 9–44% do carbono orgânico em sedimentos com carbonato natural. Compostos orgânicos altamente hidrolisáveis podem ser removidos quase totalmente pela acidificação. Na maioria dos sedimentos marinhos, é improvável que compostos orgânicos lábeis sejam abundantes. Porém, a relação entre estes compostos não-refratários e a abundância de organismos pode ser altamente significante (BADER, 1954). Não faz sentido usar um pré-tratamento que remova os materiais mais disponíveis aos organismos que vivem nos sedimentos.

Pelo método descrito por Telek e Marshall (1974), carbono orgânico total (COT) é determinado através do analisador CHN a 720°C por 20 segundos, e carbono total (CT) pela análise padrão a 1100°C por 20s. Carbono inorgânico total, CIT, pode ser calculado pela diferença entre CT e COT. Esse método deve ser usado com cuidado, particularmente, a interferência por carbonatos deve ser avaliada durante as análises nos diferentes tempos de oxidação para construir-se a regressão do carbono pelo tempo de oxidação, obtendo uma linha base para o carbonato.

Para maioria dos estudos em ecologia bêntica marinha, a técnica descrita a seguir é avançada e relativamente simples. Ela fornece valores de carbono e nitrogênio.

1. Determinação de CT e nitrogênio pela combustão em analisador CHN a 900–1100°C de amostras de sedimento seco.
2. Determinação de carbonato (CIT) de amostras de sedimento pré-aquecida (475–500°C por 4 horas para remover matéria orgânica) no analisador CHN a 900–1100°C.
3. Cálculo do COT pela equação: COT = CT − CIT.

A perda de carbonato durante a pré-combustão a 500°C deve sempre ser verificada pelas normas em vigência para a concentração conhecida de carbonato.

4.8.4 Analisador CHN × oxidação úmida (exotérmica) pelo método de Walkley e Black

As amostras de Ubatuba (campo da disciplina IOF-254-Química Orgânica Marinha) foram enviadas ao IQ (Instituto de Química) para obtenção da concentração do carbono orgânico. Para tal, utilizou-se o analisador CHN, marca Perkin Elmer, modelo 2400; e o método de combustão a seco, a 900°C. O tratamento prévio das amostras, para eliminar o carbonato destas, foi a acidificação pela adição de HCl 10% seguida de lavagem deste sedimento com água destilada. O valor obtido para estação 2 é 1,24%C.

As amostras analisadas no IO (Instituto Oceanográfico), pelo método de Walkley e Black, foram previamente seca a 40–50°C após a retirada do excesso de água por centrifugação, e moídas num almofariz com pistilo. A etapa de acidificação deste método utiliza ácido sulfúrico e fosfórico concentrados. O valor obtido é 1,34%C para a estação 2.

Esta diferença de valores entre os 2 métodos pode estar relacionada com:

• o efeito da acidificação e seus possíveis erros associados, descritos anteriormente,
• os diferentes ácidos utilizados nos 2 métodos: no primeiro, ácido clorídrico; no segundo, ácido sulfúrico e fosfórico,
• erro dos analistas.

A interferência pela dissociação do carbonato promove grande diminuição da exatidão dos valores de concentração de carbono orgânico. Porém, a acidificação, utilizada para eliminar o carbonato, também possui erros potenciais associados, mas, menores. A percepção do ponto de viragem do azul esverdeado para verde brilhante não é simples e o analista deve estar bem treinado para tal.

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